Вплив флувоксаміну, селективного інгібітора зворотного захоплення серотоніну, на вагу
Анотація
Серотонін мозку відіграє вирішальну роль у регулюванні споживання їжі та гомеостазу маси тіла. Попередні дані свідчать про взаємодію з кортикотропін-рилізинговим гормоном (CRH). Для подальшого вивчення взаємодії між цими нейромедіаторами селективний інгібітор зворотного захоплення серотоніну (СІЗЗС) флювоксаміну вводили внутрішньочеревно щурам Цукера fa/fa з внутрішньомозково-шлуночковими (icv) та без них. Тварини, які отримували фізіологічний розчин, набирали вагу. Флувоксамін спричиняв значну втрату ваги, не впливаючи на споживання їжі. Крім того, рівень інсуліну на цій тваринній моделі був знижений після прийому флувоксаміну. Ці ефекти були антагонізовані α-спіральною CRH і тому, швидше за все, індукуються через CRH або CRH-подібні пептиди.
Доступ надано
вступ
Селективні інгібітори зворотного захоплення серотоніну (СІЗЗС) зазвичай використовуються як лікарська терапія при депресивних розладах. Загальновідомо, що ці препарати централізовано впливають на споживання їжі та гомеостаз маси тіла. Це узгоджується з експериментальними даними, що демонструють сильні властивості пригнічувача апетиту серотоніну при введенні в паравентрикулярне ядро (PVN) та інші ділянки гіпоталамусу. 1, 2
У цьому дослідженні ми зосередили увагу на властивостях пригнічення апетиту флувоксаміну ssri, який є більш специфічним для серотоніну порівняно з іншими сполуками цієї групи препаратів, наприклад, флуоксетином, надаючи менший вплив на зворотне захоплення норадреналіну в крові. 3
Попередні дані свідчать про те, що в PVN серотонін та кортикотропін-рилізинг-гормон (CRH) взаємодіють, змінюючи споживання їжі, і що в цьому конкретному ядрі було продемонстровано посилений синтез CRH після ін’єкції серотоніну. 4, 5 Крім того, було продемонстровано стимулюючий ефект D-фенфлураміну, що вивільняє серотонін, на нейрональну активацію клітин, що експресують CRH, у PVN. 6 CRH, мабуть, має властивості пригнічувати апетит при центральному введенні. 7 Причинно-наслідкові зв’язки між нейромедіатором серотоніном та нейропептидом CRH ще не продемонстровані. На додаток до своїх пригнічуючих апетит ефектів, CRH стимулює метаболізм бурої жирової тканини, активізуючи симпатичну нервову систему у гризунів при центральному застосуванні 8, 9, що потенційно може призвести до збільшення енергетичних витрат.
У щурів fa/fa Zucker мРНК рецептора CRH 2 знижується у вентромедіальному гіпоталамусі (VMH), що свідчить про можливу участь нейронів CRH у зменшенні енергетичних витрат цього генотипу; Крім того, гіперінсулінемія у цих тварин, що пояснюється підвищеною активністю блукаючих еферентів з підшлункової залози 11, знижується після місцевого застосування CRH до VMH.
Це дослідження мало на меті подальше вивчення природи взаємодії серотоніну та CRH у головному мозку при контролі маси тіла, активність, яка ніколи раніше не вивчалася в експерименті in vivo на тривалий термін.
Методи
Хлоралгідрат та α-гвинтову CRH закуповували у Sigma Chemie (Дейзенгофен, Німеччина). Флувоксамін малеат був отриманий від Solvay Duphar. Інсулін визначали за допомогою інсуліну RIA 100 фірми Pharmacia та Upjohn Diagnostics AB, Швеція.
Досліджували гомозиготних самців щурів фа/фа з Harlan-Winkelmann, Borchem, Німеччина. На початку експерименту тваринам було 12 тижнів і важили від 300 до 400 г. Тварин утримували в індивідуальних клітках при постійній кімнатній температурі 23 ° C протягом 12-годинного циклу світла і темряви, і їм дозволялося пристосовуватися до умов утримання до операції протягом принаймні 4 днів. Аналізи α-гвинтової CRH та флувоксаміну продемонстрували свою ефективність іншими авторами 12 і були перевірені нами в пілотному дослідженні.
Тварин розподілили на чотири експериментальні групи: група 1 - 0, 5 мл внутрішньовенного сольового розчину та 10 мкл сольового розчину, cv, n = 7; група 2 - флувоксамін ip (25 мг/кг маси тіла в 0,5 мл фізіологічного розчину) та α-CRH icv (25 мкг в 10 мкл фізіологічного розчину), n = 5; група 3 - флувоксамін ip (25 мг/кг маси тіла в 0,5 мл фізіологічного розчину) і 10 мкл ICV фізіологічного розчину, n = 6; і група 4 - 0,5 мл сольового розчину для ip та α-CRH icv (25 мкг в 10 мкл фізіологічного розчину), n = 4.
Для забору крові проводили пункцію стегнової артерії та імплантацію катетера. Хлоралгідрат у дозі 0,4 г на кг ваги тіла вводили внутрішньовенно для наркозу. Під час операції температуру тіла підтримували за допомогою регульованої нагрівальної подушки. Скляний капіляр поміщали в лівий бічний шлуночок для ін’єкцій за допомогою стереотаксичного інструменту. Необхідні координати були взяті з Атласу Паксінос і Ватсон. 13 У перший післяопераційний день лабораторних тварин помістили в спеціальну клітку, що забезпечувала вільний доступ до щура без перешкод. Після періоду адаптації 30 хв відбирали пробу сироватки для визначення початкового значення інсуліну та проводили внутрішньовенне введення. Після ін’єкції відбирали проби крові через 30, 60, 90 та 120 хв. Набраний обсяг замінювали сольовим розчином відразу після кожного збору; загальна кількість зібраної крові не перевищувала 1,5 мл у кожної тварини. Зразки негайно центрифугували; сироватку збирали і заморожували при -70 ° С до аналізу на інсулін.
Споживання їжі та маса тіла тварин були задокументовані протягом наступних 7 днів. Масу тіла щурів вимірювали в день операції та один раз на день між 12:00 та 14:00 протягом періоду спостереження. Лабораторні тварини отримували процедури внутрішньовенного вливання та icv о восьмій ранку протягом семи днів поспіль. Щурів приносили в жертву між 13:30 і 14:30 в середині світлової фази циклу світло/темрява.
Статистичний аналіз проводили за допомогою SPSS, версія 8.0 для Windows. ANOVA для повторних вимірювань проводили на необроблених даних та 2 × 2 ANOVA на нормалізованих даних. T-тест Тукі використовувався як пост-hoc тест для порівняння після аналізу дисперсії мір.
Результати
На малюнку 1 показано зміну маси тіла під час експерименту. У той час як тварини, які отримували комбінацію ip сольового розчину та фізіологічного розчину icv (група 1), в кінці дослідження набрали загалом 20,57 ± 5,63 г маси тіла, тварини, які отримували флувоксамін та сольовий розчин (група 3), мали помітну вагу. втрата -22,97 ± 14,34 г. Після комбінованого введення флувоксаміну ip та іхелікоїдної CRH (група 2) приріст ваги тварин частково відновився (14,47 ± 8,29 г). Тварини, які отримували сольовий розчин α-спіралі icv/ip CRH (група 4), отримали 3,74 ± 2,85 г за період спостереження. Групи 1, 2 та 4 суттєво не відрізнялись одна від одної, тоді як втрата ваги у групі 3 була значно меншою, ніж в інших групах (p
Базальна гіперінсулінемія щурів Цукер fa/fa пояснюється збільшенням парасимпатичного потоку до ендокринної підшлункової залози 2, 20 і може бути зменшена введенням CRV з використанням icv. Наші дані чітко підтверджують думку про те, що вплив флувоксаміну на секрецію інсуліну проходить через CRH, оскільки вони, принаймні частково, пригнічуються CRH.
Підводячи підсумок, результати наших експериментів однозначно свідчать про те, що CRH або подібні пептиди активно беруть участь у серотонінергічній регуляції маси тіла.
Дякую
Флувоксамін люб’язно надали Pharmacia & Upjohn, Швеція. Експериментальні протоколи для тварин та управління ними відповідали німецькому законодавству та затверджувались Комітетом з догляду за тваринами. Весь досвід відповідав найвищим стандартам щодо добробуту тварин без жорстокості.